Robust comparative performance of genomic DNA extraction methods from non-engorged phlebotomine sandflies
Nathália Alves Senne
Programa de Pós-Graduação em Ciências Veterinárias, Instituto de Veterinária, Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro, Seropédica, Rio de Janeiro, Brazil
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Departamento de Epidemiologia e Saúde Pública, Instituto de Veterinária, Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro, Seropédica, Rio de Janeiro, Brazil
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Isabele da Costa Angelo
Departamento de Epidemiologia e Saúde Pública, Instituto de Veterinária, Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro, Seropédica, Rio de Janeiro, Brazil
Correspondence
Isabele da Costa Angelo, Departamento de Epidemiologia e Saúde Pública, Instituto de Veterinária, UFRRJ Rodovia BR 465, km 07, Seropédica, RJ, 23890-000, Brazil.
Email: [email protected]
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Isabele da Costa Angelo
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Isabele da Costa Angelo, Departamento de Epidemiologia e Saúde Pública, Instituto de Veterinária, UFRRJ Rodovia BR 465, km 07, Seropédica, RJ, 23890-000, Brazil.
Email: [email protected]
Search for more papers by this authorFunding information: Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico, Grant/Award Numbers: 310819/2018-0, 141351/2018-7; Fundação Carlos Chagas Filho de Amparo à Pesquisa do Estado do Rio de Janeiro, Grant/Award Number: E-26/203.294/2017; Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior
Abstract
The present study is a comparative analysis of DNeasy Blood & Tissue Qiagen® kit (Qiagen®, Hilden, Alemanha), salting out, HotShot and phenol–chloroform protocols to extract DNA from sandflies. In addition, a comparative test using sandflies with and without eyes evaluated the potential inhibitory effect in the cPCR. An inhibition test was performed using an exogenous DNA added to the qPCR. The genomic DNA quality of each sample was evaluated by cPCR based on the cytochrome c oxidase subunit I (cox1) gene. The DNA extraction protocols showed the following percentage of amplification: HotShot (91.6% [55/60]), salting out (71.6% [43/60]), phenol–chloroform (95% [57/60]) and kit DNeasy Blood & Tissue Qiagen® (73.3% [44/60]). The phenol–chloroform method achieved a significantly higher frequency of cox1 gene amplification. The pigment present in the phlebotomine's eyes seems to inhibit cPCR reactions since the frequency of amplification of the cox1 gene increased in the sandflies without eyes (p < 0.0001). The HotShot method showed the highest inhibitory potential. These manual extraction techniques can be an inexpensive and effective alternative to study vector–pathogen interactions.
CONFLICT OF INTEREST
The authors declare that they have no conflict of interest.
Open Research
DATA AVAILABILITY STATEMENT
The data that support the findings of this study are available from the corresponding author upon reasonable request.
REFERENCES
- Abbasia, I., Nasereddinb, A. & Warburg, A. (2019) Development of a next-generation DNA sequencing-based multi detection assay for detecting and identifying Leishmania parasites, blood sources, plant meals, and intestinal microbiome in phlebotomine sandflies. Acta Tropica, 199, 105101.
- Ayres, C.F.J., Romão, T.P.A., Melo-Santos, M.A.V. & Furtado, A.F. (2002) Genetic diversity in Brazilian populations of Aedes albopictus. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, 97, 871–875.
- Baneth, G., Harrus, S., Ohnona, F.S. & Schlesinger, Y. (2009) Longitudinal quantification of Ehrlichia canis in an experimental infection with comparison to natural infection. Veterinary Microbiology, 136, 321–325.
- Bextine, B.R., Harshman, D., Johnson, M.C. & Miller, T.A. (2004) Impact of pymetrozine on glassy-winged sharpshooter feeding behavior and rate of Xylella fastidiosa transmission. Journal of insect science, 4, 34.
- Boncristiani, J.H.L., Evans, J.D., Pettis, J. & Chen, Y. (2011) Scientific note on PCR inhibitors in the compound eyes of honeybees, Apis mellifera. Apidologie, 42, 457–460.
- Brasil. Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Departamento de Vigilância Epidemiológica. (2014) Manual de vigilância e controle da leishmaniose visceral, Vol. 1. Ministério da Saúde, Secretaria de Vigilância em Saúde, Departamento de Vigilância Epidemiológica, Brasil, p. 120.
- Brewster, J.D. & Paoli, G.C. (2013) DNA extraction protocol for rapid PCR detection of pathogenic bacteria. Analytical Biochemistry, 442, 107–109.
- Caligiuri, L.G., Sandoval, A.E., Miranda, J.C., Pessoa, F.A., Santini, M.S., Salomón, O.D. et al. (2019) Optimization of DNA extraction from individual sand flies for PCR amplification. Methods Protocol, 2, 36.
- Casaril, A.E., de Oliveira, L.P., Alonso, D.P., de Oliveira, E.F., Gomes Barrios, S.P., Infran, J.O.M. & de Oliveira, A.G. (2017) Standardization of DNA extraction from sand flies: Application to genotyping by next-generation sequencing. Experimental Parasitology, 177, 66–72.
- Chavy, A., Nava, A.F.D., Luz, S.L.B., Ramırez, J.D., Herrera, G., Vasconcelos dos Santos, T. et al. (2019) Ecological niche modelling for predicting the risk of cutaneous leishmaniasis in the Neotropical moist forest biome. PLoS Neglected Tropical Diseases, 13, e0007629.
- Embrapa. (2007) In: M.C. Sena Oliveira et al. (Eds.) Fundamentos teórico-práticos e protocolos de extração e de amplificação de DNA por meio de reação em cadeia da polimerase [recurso eletrônico]. São Carlos: Embrapa Pecuária Sudeste.
- Folmer, O., Black, M., Hoeh, W., Lutz, R. & Vrijenhoek, R. (1994) DNA primers for amplification of mitochondrial cytochrome c oxidase subunit I from diverse metazoan invertebrates. Molecular Marine Biology and Biotechnology, 3, 294–299.
- Galati, E.A.B. (2003) Morfologia e taxonomia: classificação de Phlebotominae. In: E.F. Rangel & R. Lainson (Eds.) Flebotomíneos do Brasil. 1ª Edição, Editora Fiocruz, Rio de Janeiro, pp. 23–51.
- Giantsis, I.A., Chaskopoulou, A. & Bon, M.C. (2015) Mild-Vectolysis: a nondestructive DNA extraction method for vouchering sand flies and mosquitoes. Journal of Medical Entomology, 53(3), 1–4.
- Grecco, C.F., Miranda, L.F.C., Cruz, J.C. & Queiroz, M.E.C. (2018) Salting-out assisted liquid-liquid extraction for biological sample analysis. Scientia Chromatographica, 10, 99–110.
- Gutiérrez-López, R., Martínez-de la Puente, J., Gangoso, L., Soriguer, R.C. & Figuerola, J. (2015) Comparison of manual and semi-automatic DNA extraction protocols for the barcoding characterization of hematophagous louse flies (Diptera: Hippoboscidae). Journal of Vector Ecology, 40, 11–15.
- La Puente, J.M., Ruíz, S., Soriguér, R. & Figuerola, J. (2013) Effect of blood meal digestion and DNA extraction protocol on the success of blood meal source determination in the malaria vector anopheles atroparvus. Malaria Journal, 12, 109.
- Leonel, J.A.F., Vioti, G., Alves, M.L., da Silva, D.T., Meneghesso, P.A., Benassi, J.C. et al. (2020) DNA extraction from individual Phlebotomine sand flies (Diptera: Psychodidae: Phlebotominae) specimens: which is the method with better results? Experimental Parasitology, 218, 107981.
- Lima, C., Colella, V., Latrofa, M.S., Cardoso, L., Otranto, D. & Alho, A.M. (2019) Molecular detection of Leishmania spp. in dogs and a cat from Doha, Qatar. Parasites Vectors, 12(125), 125.
- Lopes, J.V., Michalsky, E.M., Pereira, N.C.L., Paula, A.J.V., Lara-Silva, F.O., Silva-Lana, R. et al. (2019) Entomological studies in Itaúna, Brazil, an area with visceral Leishmaniasis transmission: Fauna survey, natural Leishmania infection, and molecular characterization of the species circulating in Phlebotomine sand flies (Diptera: Psychodidae). Journal of Medical Entomology, 56, 1368–1376.
- Michalsky, E.M., Guedes, K.D.S., Lara e Silva, F.D.O., França-Silva, J.C., Dias, C.L.F., Barata, R.A. et al. (2011) Infecção natural de Lutzomyia (Lutzomyia) longipalpis (Diptera: Psychodidae) por Leishmania infantum chagasi em flebotomíneos capturados no município de Janaúba, Estado de Minas Gerais, Brasil. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, 44, 58–62.
- Musapa, M., Kumwenda, T., Mkulama, M., Chishimba, S., Norris, D.E., Thuma, P.E. et al. (2013) A simple Chelex protocol for DNA extraction from anopheles spp. Journal of Visualized Experiments, 71, e3281.
- Paiva, B.R., Secundino, N.F.C., Pimenta, P.F.P., Galati, E.A.B., Andrade Junior, H.F. & Malafronte, R.S. (2007) Padronização de condições para detecção de DNA de Leishmania spp. em flebotomíneos (Diptera, Psychodidae) pela reação em cadeia da polimerase. Caderno de Saúde Pública, 23, 87–94.
- Pereira Júnior, A.M., Teles, C.B.G., Azevedo, D.E., dos Santos, A.P., De Souza Rodrigues, M., Marialva, E.F. et al. (2015) Ecological aspects and molecular detection of Leishmania DNA Ross (Kinetoplastida: Trypanosomatidae) in phlebotomine sand flies (Diptera: Psychodidae) in terra firme and várzea environments in the middle Solimões region, Amazonas state, Brazil. Parasites & Vectors, 8, 180.
- Sánchez, M.B., Germanó, M.J., Salomón, M.C., Scelta, J., García Bustos, M.F., Ginevro, P.M. et al. (2021) Leishmania (L.) amazonensis infection impairs reproductive and fetal parameters in female mice. Revista Argentina de Microbiología, 53, 194–201.
- Santolin, I.D.A.C., Famadas, K.M. & Mcintosh, D. (2013) Detection and identification of rickettsia agents in ticks collected from wild birds in Brazil by polymerase chain reaction-restriction fragment length polymorphism (PCR-RFLP) analysis. Revista Brasileira de Medicina Veterinária, 35, 68–73.
- Senne, N.A., Vilela, T.S., Sanavria, A., Santos, H.A., Rabello, R.S. & Angelo, I.C. (2021) Ecology and spatial distribution of sand fly species in low endemic areas for American Tegumentary Leishmaniasis in the municipality of Seropédica, Rio de Janeiro, Brazil. Medical and Veterinary Entomology, 35, 371–378.
- Silva, J.C., Zacarias, D.A., Silva, V.C., Rolão, N., Costa, D.L. & Costa, C.H. (2016) Comparison of optical microscopy and quantitative polymerase chain reaction for estimating parasitaemia in patients with kala-azar and modelling infectiousness to the vector Lutzomyia longipalpis. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, 111, 517–522.
- Suaste-Dzul, A.P., Rodríguez-Vélez, J.M., Rodríguez-Vélez, B., Arredondo-Bernal, H.C. & Gallou, A. (2019) Non-destructive DNA extraction methods for entomophagous insects with emphasis on biological control. Genome, 62, 287–293.
- Valenzuela, J.G. & Aksoy, S. (2018) Impact of vector biology research on old and emerging neglected tropical diseases. PLoS Neglected Tropical Diseases, 12, e0006365.
- Vivero, R.J., Villegas-Plazas, M., Cadavid-Restrepo, G.E., Herrera, C.X., Uribe, S.I. & Junca, H. (2019) Wild specimens of sand fly phlebotomine Lutzomyia evansi, the vector of leishmaniasis, show a high abundance of Methylobacterium and natural carriage of Wolbachia and Cardinium types in the midgut microbiome. Scientific Reports, 9, 17746.
